Fundamento:
La determinación rápida de Hb se basa en el hecho de que una gota con una concentración de Hb superior a la permitida, para poder efectuar una donación, tiene una densidad mayor a la de una solución de sulfato de cobre previamente preparada. Por lo que, en estas circunstancias, una gota de la sangre investigada cae libremente a través de la solución de sulfato de cobre.
Material:
Material de extracción de sangre capilar.
Un vaso de precipitado de 50cc.
Reactivos:
Solución de sulfato de cobre a una densidad de 1,052g/dl.
Muestra:
Sangre capilar
Procedimiento:
- Disponer la solución de sulfato de cobre en un vaso de precipitados de 50 ml.
- Recoger una gota de de la sangre problema.
- Dejar caer la gota sobre la solución de sulfato de cobre.
Lectura de resultados:
Si la gota de la sangre problema cae al fondo significa que es más densa que la solución por lo tanto la concentración de hemoglobina es la correcta. Si por el contrario se queda en la superficie suspendida la gota de sangre tiene una densidad menos que la solución y por lo tanto la concentración de hemoglobina es menor y no puede donar sangre.
viernes, 12 de junio de 2015
Prueba cruzada mayor
Fundamento:
Consiste en enfrentar el suero del receptor con los hematíes de donante, primero en medio salino, posteriormente en medio albuminoso, y por último frente al suero de Coombs. Con este último paso detectaremos los anticuerpos que se hayan quedado fijados a la membrana eritrocitaria.
Material:
- Tubos de hemólisis
- Centrífuga
- Baño de agua
- Pipeta Pasteur
- Gradilla
- Reloj
Reactivos:
Solución salina fisiológica
Albúmina bovina al 30%.
Suero de Coombs.
Muestra:
Suero del receltor, obtenido de sangre coagulada y libre de hemólisis.
Hematíes de donante, previamente lavados tres veces en solución salina fisiológica.
Procedimiento:
- En un tubo de hemólisis depositamos una gota de la suspensión de hematíes del donante y 2 gotas de suero del receptor.
- Mezclamos suavemente, y dejamos a temperatura ambiente durante 2-3 min.
- Centrifugamos a 3.500 rpm durante 30 segundos.
- Leemos el resultado obtenido en medio salino.
- Añadimos al tubo 3 gotas de albúmina bovina al 30%.
- Mezclamos bien e incubamos a 37ºC durante 30 min.
- Leer el resultado obtenido en medio albuminoso.
- Lavamos tre veces los hematíes con solución salina.
- Añadimos al tubo de suero de Coombs.
- Centrifugamos a 1000 rpm durante 2 minutos.
Lectura de resultados:
Si no sale botón o no hay aglutinación las sangres con compatibles.
Por el contrario si aparece botón o aglutinación no son compatibles y paramos el procedimento.
Consiste en enfrentar el suero del receptor con los hematíes de donante, primero en medio salino, posteriormente en medio albuminoso, y por último frente al suero de Coombs. Con este último paso detectaremos los anticuerpos que se hayan quedado fijados a la membrana eritrocitaria.
Material:
- Tubos de hemólisis
- Centrífuga
- Baño de agua
- Pipeta Pasteur
- Gradilla
- Reloj
Reactivos:
Solución salina fisiológica
Albúmina bovina al 30%.
Suero de Coombs.
Muestra:
Suero del receltor, obtenido de sangre coagulada y libre de hemólisis.
Hematíes de donante, previamente lavados tres veces en solución salina fisiológica.
Procedimiento:
- En un tubo de hemólisis depositamos una gota de la suspensión de hematíes del donante y 2 gotas de suero del receptor.
- Mezclamos suavemente, y dejamos a temperatura ambiente durante 2-3 min.
- Centrifugamos a 3.500 rpm durante 30 segundos.
- Leemos el resultado obtenido en medio salino.
- Añadimos al tubo 3 gotas de albúmina bovina al 30%.
- Mezclamos bien e incubamos a 37ºC durante 30 min.
- Leer el resultado obtenido en medio albuminoso.
- Lavamos tre veces los hematíes con solución salina.
- Añadimos al tubo de suero de Coombs.
- Centrifugamos a 1000 rpm durante 2 minutos.
Lectura de resultados:
Si no sale botón o no hay aglutinación las sangres con compatibles.
Por el contrario si aparece botón o aglutinación no son compatibles y paramos el procedimento.
Dterminación de un Du
Fundamento:
El Du es un antígeno D débil que no se pone de manifiesto en las pruebas normales de determinación del Rh. Por ello debemos sensivilizar previamente los hematíes problema con un suero que contiene anticuerpos anti-D, y posteriormente enfrentarlos al suero de Coombs. Si existe el antígeno Du en la superficie de los eritrocitos, se producirá la unión de los anicuerpos anti- D a sus receptores de membrana, y en la segunda fase darán lugar a la alglutinación en presencia del suero antiglobulina humana.
Material:
- Tubos de ensayo
- Centrífuga
- Pipetas Pasteur
- Gradilla
- Baño de agua
- Reloj
Muestra:
Hematíes de la sangre problema previamente lavados tres veces en solución salina y suspensión al 5%.
Reactivos:
Suero anti-D humano
Suero de Coombs
Solución salina fisiológica
Procedimiento:
- En un tubo de ensayo colocamos una gota de suero anti-D y una gota de suspensión de hematíes al 5%.
- Mezclamos suavemente e incubamos a 37 ºC durante 30-45 min.
- Después de incubar, lavamos los hematíes tres veces.
- Añadimos sobre el sedimento hemático una gota de suero de Coombs, y mezclamos .
- Centrifugamos el tubo a 1000 rpm durante 1 min.
Lectura de resultados:
Apreciamos la aparición o no de aglutinación. mediante golpes suaves en el fondo del tubo.
Para evitar los falsos positivos debido a una sensibilización previa de los hematíes in vivo, debemos realizar una prueba de Coombs directa con los hematíes problema.
El Du es un antígeno D débil que no se pone de manifiesto en las pruebas normales de determinación del Rh. Por ello debemos sensivilizar previamente los hematíes problema con un suero que contiene anticuerpos anti-D, y posteriormente enfrentarlos al suero de Coombs. Si existe el antígeno Du en la superficie de los eritrocitos, se producirá la unión de los anicuerpos anti- D a sus receptores de membrana, y en la segunda fase darán lugar a la alglutinación en presencia del suero antiglobulina humana.
Material:
- Tubos de ensayo
- Centrífuga
- Pipetas Pasteur
- Gradilla
- Baño de agua
- Reloj
Muestra:
Hematíes de la sangre problema previamente lavados tres veces en solución salina y suspensión al 5%.
Reactivos:
Suero anti-D humano
Suero de Coombs
Solución salina fisiológica
Procedimiento:
- En un tubo de ensayo colocamos una gota de suero anti-D y una gota de suspensión de hematíes al 5%.
- Mezclamos suavemente e incubamos a 37 ºC durante 30-45 min.
- Después de incubar, lavamos los hematíes tres veces.
- Añadimos sobre el sedimento hemático una gota de suero de Coombs, y mezclamos .
- Centrifugamos el tubo a 1000 rpm durante 1 min.
Lectura de resultados:
Apreciamos la aparición o no de aglutinación. mediante golpes suaves en el fondo del tubo.
Para evitar los falsos positivos debido a una sensibilización previa de los hematíes in vivo, debemos realizar una prueba de Coombs directa con los hematíes problema.
Determinación del fenotipo y genotipo del sistema Rh
Fundamento:
Podemos investigar el genotipo del sistema Rh enfrentando los hematíes problema a distintos antisueros dirigidos contra los antígenos que componen el sistema Rh. La exitencia o no de estos antígenos en la superficie de los hematíes se detecta por una reacción de aglutinación.
Material:
- Tubos de ensayo
- Centrífuga
- Rotulador de vidrio
- Pipetas Pasteur
- Gradilla
Reactivos:
Suero anti-D
suero anti-E
Suero anti-C
Suero anti-e
suero anti-c
Solución salina fisiológica
Muestra:
Suspensión de hematíes lavados al 5% en solución salina fisiológica.
Procedimiento:
- Procedemos al lavado de hematíes y preparar la suspensión al 5%.
- Rotulamos los tubos de centrífuga, cada uno con la letra D,C,E,c y e.
- En cada tubo añadimos una gota del antisuero correspondiente y una gota de la suspensión de hematíes. Homogeneizamos suavemente.
- Centrifugamos todos los tubos durante un minuto a 1000 rpm.
Lectura de resultados:
dCe/dce (r·/r¨)
dCE/dce (r¨/r·¨)
Podemos investigar el genotipo del sistema Rh enfrentando los hematíes problema a distintos antisueros dirigidos contra los antígenos que componen el sistema Rh. La exitencia o no de estos antígenos en la superficie de los hematíes se detecta por una reacción de aglutinación.
Material:
- Tubos de ensayo
- Centrífuga
- Rotulador de vidrio
- Pipetas Pasteur
- Gradilla
Reactivos:
Suero anti-D
suero anti-E
Suero anti-C
Suero anti-e
suero anti-c
Solución salina fisiológica
Muestra:
Suspensión de hematíes lavados al 5% en solución salina fisiológica.
Procedimiento:
- Procedemos al lavado de hematíes y preparar la suspensión al 5%.
- Rotulamos los tubos de centrífuga, cada uno con la letra D,C,E,c y e.
- En cada tubo añadimos una gota del antisuero correspondiente y una gota de la suspensión de hematíes. Homogeneizamos suavemente.
- Centrifugamos todos los tubos durante un minuto a 1000 rpm.
Lectura de resultados:
dCe/dce (r·/r¨)
dCE/dce (r¨/r·¨)
miércoles, 10 de junio de 2015
La gota gruesa
INTRODUCCIÓN
El paludismo es una enfermedad producida por parásitos del género Plasmodium (causante de la malaria).
De estos parásitos palúdicos existen cuatro especies. Éstos, en algunas etapas de su ciclo vital,se encuentran en la sangre periférica en la que pueden observarse infectando a los hematíes, o también, en el exterior de las células.
PARA REALIZAR LA PRÁCTICA
FUNDAMENTO
Para el estudio microscópico de muestras sanguíneas que puedan contener parásitos palúdicos se hace una preparación en forma de extensión fina y otra de gota gruesa en el mismo porta.
En la extensión fina se debe prestar atención a los hematíes infectados y a los parásitos que hay dentro de ellos para establecer o confirmar un diagnóstico de paludismo.
En la gota gruesa, los parásitos suelen ser más abundantes y compactos que en la extensión fina. Los hematíes están lisados, por lo que el diagnóstico de paludismo se basa en el aspecto de los parásitos que puedan encontrarse.
MATERIALES- Capilar heparinizado, si la muestra es sangre capilar, o no heparinizado, si la muestra es sangre venosa anticoagulada.
- Pipeta Pasteur (para la muestra de sangre venosa)
- 2 portaobjetos
- Vaso de precipitado
- Reactivos: Metanol, Agua destilada y una solución de Giemsa al 3%
MUESTRA
Sangre capilar o venosa anticoagulada.
PROCEDIMIENTO.
-Hacemos la punción cutánea o extraemos la muestra de sangre de la bolsa de hemodonación.
-Una vez tengamos la muestra de sangre que deseamos, situamos una pequeña gota de sangre en el centro del portaobjetos y realizamos la extensión sanguínea.
-Colocamos tres gotas a la derecha de la extensión sanguínea. Estas tres gotas deben formar un triángulo cuya base va dirigida hacia la extensión.
-Con la esquina del porta extensor, unimos las tres gotas de sangre con movimientos rapidos y circulares, hasta que nos quede una capa gruesa y uniforme.
Al mover de esta forma la sangre conseguimos la desfibrinación de la misma.
-Dejamos secar la muestra en posición horizontal
-Fijamos la extensión fina sumergiendo la zona del porta donde tenemos la extensión en un vaso de precipitado con metanol.
-Dejamos secar 24 horas la muestra en posición horizontal, tiempo necesario para que la gota gruesa se seque.
-En una cubeta de coloración vertemos la solución Giemsa al 3%
-Sumergimos la muestra en la solución durante 30 - 45 minutos. Debe cubrirse toda la muestra (extensión y gota gruesa)
-En un vaso de precipitado con agua destilada, transcurridos los 30-45 minutos de tinción, sumergimos el porta hasta aclarar la muestra y retirar el exceso de la tinción.
-Dejamos secar la muestra en posición vertical.
-Una vez seca la muestra, la colocamos y observamos en el microscopio.
LECTURA DE LOS RESULTADOS
En la práctica realizada en clase, no hemos podido ver parásitos palúdicos, ya que la sangre que estudiamos es sangre de gente sana.
Un error cometido es el exceso de tinción en la muestra.
Al mover de esta forma la sangre conseguimos la desfibrinación de la misma.
-Dejamos secar la muestra en posición horizontal
-Fijamos la extensión fina sumergiendo la zona del porta donde tenemos la extensión en un vaso de precipitado con metanol.
-Dejamos secar 24 horas la muestra en posición horizontal, tiempo necesario para que la gota gruesa se seque.
-En una cubeta de coloración vertemos la solución Giemsa al 3%
-Sumergimos la muestra en la solución durante 30 - 45 minutos. Debe cubrirse toda la muestra (extensión y gota gruesa)
-En un vaso de precipitado con agua destilada, transcurridos los 30-45 minutos de tinción, sumergimos el porta hasta aclarar la muestra y retirar el exceso de la tinción.
-Dejamos secar la muestra en posición vertical.
-Una vez seca la muestra, la colocamos y observamos en el microscopio.
LECTURA DE LOS RESULTADOS
En la práctica realizada en clase, no hemos podido ver parásitos palúdicos, ya que la sangre que estudiamos es sangre de gente sana.
Un error cometido es el exceso de tinción en la muestra.
Determinación del Rh en tubo
Fundamento:
Esta técnica está basada en la detección del antígeno D sobre la superficie de los hematíes problema, empleando como reactivo un suero monoclonal humano que contiene anticuerpos anti-B.
Material:
-Tubo de ensayo
- Centrífuga
-Pipeta Pasteur
-Rotulador
Muestra:
Sangre venosa
Reactivos:
-Anti-D
-Albúmina
Procedimiento:
- Tenemos una suspensión de hematíes de al 5%.
- Rotulamos dos tubos uno con una D y el otro con una A.
- Echamos en el tubo A una gota de anti-D y una gota de suspensión de hematíes; en el tubo B echamos una gota de albúmina y una gota de suspensión de hematíes.
- Centrifugamos los tubos en la centrífuga a 1000 rpm durante 1 minuto.
Lectura de resultados:
Si existe aglutinación en el tubo D será positivo y si lo la hay será negativo.
Esta técnica está basada en la detección del antígeno D sobre la superficie de los hematíes problema, empleando como reactivo un suero monoclonal humano que contiene anticuerpos anti-B.
Material:
-Tubo de ensayo
- Centrífuga
-Pipeta Pasteur
-Rotulador
Muestra:
Sangre venosa
Reactivos:
-Anti-D
-Albúmina
Procedimiento:
- Tenemos una suspensión de hematíes de al 5%.
- Rotulamos dos tubos uno con una D y el otro con una A.
- Echamos en el tubo A una gota de anti-D y una gota de suspensión de hematíes; en el tubo B echamos una gota de albúmina y una gota de suspensión de hematíes.
- Centrifugamos los tubos en la centrífuga a 1000 rpm durante 1 minuto.
Lectura de resultados:
Si existe aglutinación en el tubo D será positivo y si lo la hay será negativo.
Determinación de Rh en porta
Fundamento:
Esta técnica está basada en la detección del antígeno D sobre la superficie de los hematíes problema, empleando como reactivo un suero monoclonal humano que contiene anticuerpos anti-B.
Material:
-Porta
-Pipeta Pasteur
-Lámpara
- Palillos mezcladores
Reactivos:
Anti-D
Albumina
Muestra:
Sangre capilar
Procedimiento:
- Dividimos un porta en dos mitades, una la rotulamos con una letra D y la otra parte con la letra A.
- Echamos una gota de sangre en cada una de las partes.
- Echamos una gota de anti-D en la parte de la D y una gota de albúmina en la parte de la A.
- Mezclamos las dos gotas de un palillo mezclador hasta encontrar aglutinación.
Lectura de resultados:
Si aglutina la parte del anti-D, será positivo, si no aglutina será negativo. La albúmina está de control negativo y no debe aglutinar ; si lo hiciese sería una prueba inconcluyente.
Esta técnica está basada en la detección del antígeno D sobre la superficie de los hematíes problema, empleando como reactivo un suero monoclonal humano que contiene anticuerpos anti-B.
Material:
-Porta
-Pipeta Pasteur
-Lámpara
- Palillos mezcladores
Reactivos:
Anti-D
Albumina
Muestra:
Sangre capilar
Procedimiento:
- Dividimos un porta en dos mitades, una la rotulamos con una letra D y la otra parte con la letra A.
- Echamos una gota de sangre en cada una de las partes.
- Echamos una gota de anti-D en la parte de la D y una gota de albúmina en la parte de la A.
- Mezclamos las dos gotas de un palillo mezclador hasta encontrar aglutinación.
Lectura de resultados:
Si aglutina la parte del anti-D, será positivo, si no aglutina será negativo. La albúmina está de control negativo y no debe aglutinar ; si lo hiciese sería una prueba inconcluyente.
Determinación sérica del ABO
Fundamento:
El suero de un individuo solo debe llevar anticuerpos frente a los antígenos que no estén presentes en sus propios hematíes. Al hacer reaccionar este suero con hematíes conocidos del grupo A y del grupo B, solo producirá aglutinación en el caso de ser enfrentado a hematíes con antígenos distintos a los de sus propios hematíes.
Material:
-Tubos de ensayo
-Pipeta Pasteur
-Baño de agua
-Centrífuga
-Gradilla
Reactivos:
Hematíes A1, A2 , B y 0
Muestra:
Plasma
Procedimiento:
- Cogemos el plasma y lo inactivamos en el baño de agua a uns 56ºC durante 10 minutos.
- Rotulamos cuatro tubos con A1, A2, B y 0.
- Tenemos un preparado de hematíes al 5%.
-Echamos dos gotas de plasma a cada tubo y una gota de suspensión de hematíes a cada tubo con su correspondiente.
- A continuación centrifugamos los tubos a 1000rpm durante 1 minuto.
Lectura de resultados:
La muestra de sangre será del grupo contrario al que aglutine, si aglutina el tubo A1 la muestra será B.
El suero de un individuo solo debe llevar anticuerpos frente a los antígenos que no estén presentes en sus propios hematíes. Al hacer reaccionar este suero con hematíes conocidos del grupo A y del grupo B, solo producirá aglutinación en el caso de ser enfrentado a hematíes con antígenos distintos a los de sus propios hematíes.
Material:
-Tubos de ensayo
-Pipeta Pasteur
-Baño de agua
-Centrífuga
-Gradilla
Reactivos:
Hematíes A1, A2 , B y 0
Muestra:
Plasma
Procedimiento:
- Cogemos el plasma y lo inactivamos en el baño de agua a uns 56ºC durante 10 minutos.
- Rotulamos cuatro tubos con A1, A2, B y 0.
- Tenemos un preparado de hematíes al 5%.
-Echamos dos gotas de plasma a cada tubo y una gota de suspensión de hematíes a cada tubo con su correspondiente.
- A continuación centrifugamos los tubos a 1000rpm durante 1 minuto.
Lectura de resultados:
La muestra de sangre será del grupo contrario al que aglutine, si aglutina el tubo A1 la muestra será B.
| Tubo A1 | Tubo A2 | Tubo B | Tubo 0 | Tubo C |
ac presentes en el suero
|
Grupo eritrocitario
|
| - | - | + | - | - | Anti-B | A1 |
| - o +* | - | + | - | - | Anti –B y anti-A | A2 |
| + | + | - | - | - | Anti-A | B |
| + | + | + | - | - | Anti-A y anti-B | 0 |
| - | - | - | - | - | Ninguno | A1B |
| -o+” | - | - | - | - | Niguno o anti-A1 | A2B |
| + | + | + | + | + | Autoanticuerpos | Initerpretable |
Determinación celular en tubo
Fundamento:
Consiste en enfrentar hematíes a antisueros conocidos para conservar aglutinación y determinar el grupo ABO:
Material:
-Tubos
- Rotulador
-Centrífuga
-Pipeta Pasteur
-Gradilla
Reactivos:
Anti-A
Anti-B
Anti-AB
Solución salina fisiológica
Muestra:
Sangre venosa
Procedimiento:
- Tenemos una solución de hematíes al 2%.
- Rotulamos con A, B y AB.
- En el tubo A echamos una gota de hematíes dos de anti-A, en el tubo B una gota de hematíes y dos gotas de anti-B y en el tubo AB echamos una gota de hematíes y dos gotas de anti-AB.
- Centrifugamos los tubos a 1000 rpm durante 1 min.
- Por último observamos si hay aglutinación en la lámpara.
Lectura de resultados:
No existe aglutinación por tanto el grupo sanguíneo es grupo 0.
Consiste en enfrentar hematíes a antisueros conocidos para conservar aglutinación y determinar el grupo ABO:
Material:
-Tubos
- Rotulador
-Centrífuga
-Pipeta Pasteur
-Gradilla
Reactivos:
Anti-A
Anti-B
Anti-AB
Solución salina fisiológica
Muestra:
Sangre venosa
Procedimiento:
- Tenemos una solución de hematíes al 2%.
- Rotulamos con A, B y AB.
- En el tubo A echamos una gota de hematíes dos de anti-A, en el tubo B una gota de hematíes y dos gotas de anti-B y en el tubo AB echamos una gota de hematíes y dos gotas de anti-AB.
- Centrifugamos los tubos a 1000 rpm durante 1 min.
- Por último observamos si hay aglutinación en la lámpara.
Lectura de resultados:
No existe aglutinación por tanto el grupo sanguíneo es grupo 0.
Determinación celular en porta
Fundamento:
Consiste en observar la aglutinación de los hematíes enfrentados a una serie de antisueros conocidos y de reconocida eficacia para determinar los distintos tipo de ABO del individuo.
Material:
-Porta
-Rotulador
-Pipeta pasteur
-Palillos mezcladores
-Lámpara
Muestra:
Sangre capilar
Procedimiento:
-Cogemos un porta y los dividimos con un rotulador en dos mitades con las letras A y B.
-Colocamos una gota de sangre en cada una de las partes.
-A continuación echamos una gota de antisuero A en la gota de la parte A del porta y una gota de antisuero B en la gota de la parte B.
-Mezclamos un palillo mezclador hasta que se produzca aglutinación.
- Finalmente lo visualizamos mejor en la lámpara.
Lectura de resultados:
Si aglutina la parte A significa que la muestra de sangre es A, si algutina el B será B. Si aglutinan las dos partes la muestra será AB y por último si no alutina ninguna la muestra será 0.
Mi muestra de sangre que no aglutina con ninguno de los antisueros por lo tanto es sangre del grupo 0.
Consiste en observar la aglutinación de los hematíes enfrentados a una serie de antisueros conocidos y de reconocida eficacia para determinar los distintos tipo de ABO del individuo.
Material:
-Porta
-Rotulador
-Pipeta pasteur
-Palillos mezcladores
-Lámpara
Muestra:
Sangre capilar
Procedimiento:
-Cogemos un porta y los dividimos con un rotulador en dos mitades con las letras A y B.
-Colocamos una gota de sangre en cada una de las partes.
-A continuación echamos una gota de antisuero A en la gota de la parte A del porta y una gota de antisuero B en la gota de la parte B.
-Mezclamos un palillo mezclador hasta que se produzca aglutinación.
- Finalmente lo visualizamos mejor en la lámpara.
Lectura de resultados:
Si aglutina la parte A significa que la muestra de sangre es A, si algutina el B será B. Si aglutinan las dos partes la muestra será AB y por último si no alutina ninguna la muestra será 0.
Mi muestra de sangre que no aglutina con ninguno de los antisueros por lo tanto es sangre del grupo 0.
domingo, 7 de junio de 2015
Determinación funcional fibrinógeno
FUNDAMENTO
Según el método de Von Clauss , se basa en la medición del tiempo que tarda un exceso de trombina en degradar a fibrina el fibrinogeno presente en un PPP diluido y , por tanto, en formar un coagulo
El tiempo que tarda en hacerse el coagulo de fibrina depende, de la cantidad inicial de fibrinogeno y es inversamente proporcional a la concentración de este en el plasma estudiado
MATERIAL
8 Tubos de ensayo de plástico
micropipeta de 1000ul 2000ul 100ul y 200ul
Coagulómetro. cubetas y trocitos de acero
REACTIVOS: fibrinogene kit, plasma calibrador y agua destilada
MUESTRA
Plasma pobre en plaquetas (PPP)
PROCEDIMIENTO
- Homogeneizamos los reactivos
- Hacemos la siguiente bateria de diluciones:
- Preparamos las cubetas del coagulómetro introduciendo una barilla de acero en su interior y vertemos 200ul de cada dilución en su cubeta correspondiente.
- Atemperamos la bovina a temperatura ambiente
- Incubamos a 37ºC dos minutos. Lo hacemos en la placa calefactora del coagulómetro
- Colocamos por orden todas las cubetas en el coagulómetro y vertemos 100ul de trombina bovina. En este momento se pondrá en marcha en magnetoagitador y comenzará la lectura.
Según el método de Von Clauss , se basa en la medición del tiempo que tarda un exceso de trombina en degradar a fibrina el fibrinogeno presente en un PPP diluido y , por tanto, en formar un coagulo
El tiempo que tarda en hacerse el coagulo de fibrina depende, de la cantidad inicial de fibrinogeno y es inversamente proporcional a la concentración de este en el plasma estudiado
8 Tubos de ensayo de plástico
micropipeta de 1000ul 2000ul 100ul y 200ul
Coagulómetro. cubetas y trocitos de acero
REACTIVOS: fibrinogene kit, plasma calibrador y agua destilada
MUESTRA
Plasma pobre en plaquetas (PPP)
PROCEDIMIENTO
- Homogeneizamos los reactivos
- Hacemos la siguiente bateria de diluciones:
Plasma calibrador
|
100
|
100
|
100
|
100
|
100
|
100
|
100
|
Muestra
|
0
|
0
|
0
|
0
|
0
|
0
|
100
|
Tampón
|
400
|
900
|
1400
|
1900
|
2400
|
2900
|
900
|
Fibrinogenemia
|
1/5
|
1/10
|
1/15
|
1/20
|
1/25
|
1/30
|
1/10
|
- Preparamos las cubetas del coagulómetro introduciendo una barilla de acero en su interior y vertemos 200ul de cada dilución en su cubeta correspondiente.
- Atemperamos la bovina a temperatura ambiente
- Incubamos a 37ºC dos minutos. Lo hacemos en la placa calefactora del coagulómetro
- Colocamos por orden todas las cubetas en el coagulómetro y vertemos 100ul de trombina bovina. En este momento se pondrá en marcha en magnetoagitador y comenzará la lectura.
Mezcla con plasma normal
FUNDAMENTO
MATERIAL
MUESTRA
Plasma pobre en plaquetas (PPP)
PROCEDIMIENTO
LECTURA DE LOS RESULTADOS
No hemos podido ver los resultados finales por falta de tiempo para la práctica
se dertemina cuando el TP normal y un TTPA alargado, en esta circunstancia se supone , que el paciente sufre un deficit de algun factor de la via intrinseca y en correcto , de los factores VIII , IX o XII
- Gradilla
- 2cubetas coagulómetro, coagulómetro y varillas de acero
- Micropipeta de 100ul
- Baño de agua
- Tubos de ensayo
- REACTIVOS: Cloruro cálcico, cefalina activada, pool de plasmas normales o Plasma control normal
MUESTRA
Plasma pobre en plaquetas (PPP)
PROCEDIMIENTO
- Cogemos un tubo de ensayo de plástico y echamos 55 ul de PPP y 55 ul de serican anormal
- Lo introducimos en el baño María durante 15 minutos a 37ºC
- Cuando lo sacamos del baño Maria , ponemos una cubeta en el coagulometro y añadimos 100 ul del contenido de los tubos
- Añadimos la varilla de acero y lo dejamos 2 minutos en el coagulómetro
- Ponemos 100 ul de cefalina activada
- Cuando queden 20 segundos se saca la cubeta y la introducimos debajo del tapón rojo, lo tapamos e introducimos 100 ul de cloruro cálcico
No hemos podido ver los resultados finales por falta de tiempo para la práctica
Preparación de una curva de actividad de la protombina
FUNDAMENTO
MATERIAL
PROCEDIMIENTO
LECTURA DE RESULTADOS
Plasma control no diluido = 12.3
Plasma control diluido = 19
Plasma control 1/3 = 25.3
Plasma control 1/4 = 32.4
Plasma control 1/10 = 61.3
Para construir una curva de actividad de la protrombina se prepara una batería de disoluciones, a partir de un plasma control normal y se mide el TP del plasma control normal no diluido y de cada una de las disoluciones preparadas
- 8 Tubos de ensayo
- Pipeta de 1ml
- Prepipeta de 100 y 200ul
- 5 Cubetas de coagulómetro y trocitos de acero
- Coagulómetro
- Baño de agua
- Regla, bolígrafo y hoja de papel milimetrado
- Gradilla
- REACTIVOS: Solución salina, tromboplastina cálcica, pool de plasmas normales o plasma control normal
PROCEDIMIENTO
- Centrifugamos la sangre de un compañero de clase
-Sacamos el plasma obtenido y lo mezclamos con otro plasma de años anteriores
-Rotulamos los 5 tubos de ensayo (100; 50; 33; 25; 10)
-Realizamos la siguiente bateria de pruebas:
Pool plasmas ul
|
200
|
200
|
200
|
200
|
200
|
s. salina (ul)
|
0
|
200
|
400
|
600
|
1800
|
Dilución
|
1/1
|
½
|
1/3
|
¼
|
1/10
|
% Actividad
|
100
|
50
|
330
|
25
|
10
|
- Rotulamos las cubetas y las introducimos en el coagulometro
- Echamos 100 ul de cada tubo en las cubetas
- Añadimos en una cubeta reactivo.
- Ponemos el tubo 100 debajo del tapón rojo y añadimos 200 ul y en los demás tubos hacemos el mismo proceso.
- Leemos los resultados con el coagulómetro.
Plasma control no diluido = 12.3
Plasma control diluido = 19
Plasma control 1/3 = 25.3
Plasma control 1/4 = 32.4
Plasma control 1/10 = 61.3
Determinación del TTPA
FUNDAMENTO
La recalcificación del plasma pobre en plaquetas (PPP) se realiza mediante la adición de una solución de cloruro cálcico. El sustituto del f3p consiste en una suspensión de fosfolipidos , obtenida a partir de cerebros de conejos, que recibe el nombre de cefalina.
En esta prueba, también se añade con la cefalina unas sustancia activadora de los factores de contacto.Como activadores de los factores de contacto se pueden utilizar: el coalin , el polvo de vidrio , el silice, el celite y el ácido alérgico
MATERIAL
Gradilla
Coagulómetro, pocillos y trozos de acero para el coagulómetro
Micropipeta de 100ul y puntas de micropipeta
Baño de agua
4 tubos de ensayo de plástico
REACTIVOS: Cloruro cálcico, cefalina activada, plasma control o pool de plasmas normales
MUESTRA
Plasma pobre en plaquetas (PPP)
PROCEDIMIENTO
- Llemanos en un tubo de centrifuga de plástico la mitad del tubo de sangre y lo metemos en la centrifuga a 3000 rpr durante 10 minutos
- Retiramos el plasma con una pipeta pasteur y lo depositamos en un tubo de plástico
- Añadimos en la cubeta 100 ul de plasma y 100 ul de R1
- Añadimos en la cubeta 100 ul de R2
- Lo dejamos calentar durante dos minutos, cuando queden veinte segundos retiramos e tubo numero 1 y lo depositamos debajo del tapón rojo
- Cogemos 100 ul de reactivo R2 y lo añadimos en el tubo numero 1 y leemos el resultado.
LECTURA DE RESULTADOSEn la práctica realizada en clase se han obtenido los siguientes resultados:
- TTPA de la muestra: 5.3 segundos
- TTPA del control: 28.1 segundos
Diferencia entre el TTPA de la muestra y el TTPA del control:5.3-28.1= - 22.8
Cociente entre el TTPA de la muestra y el TTPA del control:5.3/28.1= 0.188
Con estos resultados podemos decir que nuestra muestra tiene un TTPA acortado
La recalcificación del plasma pobre en plaquetas (PPP) se realiza mediante la adición de una solución de cloruro cálcico. El sustituto del f3p consiste en una suspensión de fosfolipidos , obtenida a partir de cerebros de conejos, que recibe el nombre de cefalina.
En esta prueba, también se añade con la cefalina unas sustancia activadora de los factores de contacto.Como activadores de los factores de contacto se pueden utilizar: el coalin , el polvo de vidrio , el silice, el celite y el ácido alérgico
MATERIAL
Gradilla
Coagulómetro, pocillos y trozos de acero para el coagulómetro
Micropipeta de 100ul y puntas de micropipeta
Baño de agua
4 tubos de ensayo de plástico
REACTIVOS: Cloruro cálcico, cefalina activada, plasma control o pool de plasmas normales
MUESTRA
Plasma pobre en plaquetas (PPP)
PROCEDIMIENTO
- Llemanos en un tubo de centrifuga de plástico la mitad del tubo de sangre y lo metemos en la centrifuga a 3000 rpr durante 10 minutos
- Retiramos el plasma con una pipeta pasteur y lo depositamos en un tubo de plástico
- Añadimos en la cubeta 100 ul de plasma y 100 ul de R1
- Añadimos en la cubeta 100 ul de R2
- Lo dejamos calentar durante dos minutos, cuando queden veinte segundos retiramos e tubo numero 1 y lo depositamos debajo del tapón rojo
- Cogemos 100 ul de reactivo R2 y lo añadimos en el tubo numero 1 y leemos el resultado.
LECTURA DE RESULTADOSEn la práctica realizada en clase se han obtenido los siguientes resultados:
- TTPA de la muestra: 5.3 segundos
- TTPA del control: 28.1 segundos
Diferencia entre el TTPA de la muestra y el TTPA del control:5.3-28.1= - 22.8
Cociente entre el TTPA de la muestra y el TTPA del control:5.3/28.1= 0.188
Con estos resultados podemos decir que nuestra muestra tiene un TTPA acortado
Test de Howell
FUNDAMENTO
Se vierte el plasma rico en plaquetas (PRP) en un tubo de vidrio, se le añade una solución de cloruro cálcico y se incuba la mezcla a 37ºC.
El resultado del test de Howell es el tiempo transcurrido desde la adicción del Cloruro cálcico al PRP hasta la coagulación de este.
MATERIAL
MUESTRA
Plasma rico en plaquetas (PRP)
PROCEDIMIENTO
- Atemperamos los reactivos y la muestra a 37ºC.
-Rotulamos un tubo de hemólisis con la letra M y otro con la C.
-Metemos los tubos en el baño.
- Depositamos 0.1ml de muestra en el tubo M y 0.1 de control en el C. Añadimos 0.1ml de solución salina a cada uno
- Agregamos 0.1 ml de cloruro cálcico a cada tubo de forma simultanea y ponemos el cronómetro en marcha.
- Cogemos los tubos por el extremo superior y los balanceamos suavemente sin sacarlos del agua. Lo haremos a un ritmo de una inclinación por segundo
- Parar el cronómetro cuando se aprecie un enturbiamiento y solidificación en los tubos
LECTURA DE RESULTADOS
En la práctica realizada en clase el tubo con la muestra ha tardado en coagular 130 segundos y el control ha tardado 135 segundos.
Los valores normales están establecidos entre 130 y 90 segundos. Por lo que nuestros resultados están dentro de la normalidad
Se vierte el plasma rico en plaquetas (PRP) en un tubo de vidrio, se le añade una solución de cloruro cálcico y se incuba la mezcla a 37ºC.
El resultado del test de Howell es el tiempo transcurrido desde la adicción del Cloruro cálcico al PRP hasta la coagulación de este.
MATERIAL
- 2 tubos de hemólisis
- 4 micropipetas de 100 ul (0.1ml)
- Baño de agua
- Cronómetro
- REACTIVOS: suero salino, solución de cloruro cálcico, plasma control o pool de plasmas normales
MUESTRA
Plasma rico en plaquetas (PRP)
PROCEDIMIENTO
- Atemperamos los reactivos y la muestra a 37ºC.
-Rotulamos un tubo de hemólisis con la letra M y otro con la C.
-Metemos los tubos en el baño.
- Depositamos 0.1ml de muestra en el tubo M y 0.1 de control en el C. Añadimos 0.1ml de solución salina a cada uno
- Agregamos 0.1 ml de cloruro cálcico a cada tubo de forma simultanea y ponemos el cronómetro en marcha.
- Cogemos los tubos por el extremo superior y los balanceamos suavemente sin sacarlos del agua. Lo haremos a un ritmo de una inclinación por segundo
- Parar el cronómetro cuando se aprecie un enturbiamiento y solidificación en los tubos
LECTURA DE RESULTADOS
En la práctica realizada en clase el tubo con la muestra ha tardado en coagular 130 segundos y el control ha tardado 135 segundos.
Los valores normales están establecidos entre 130 y 90 segundos. Por lo que nuestros resultados están dentro de la normalidad
Rumpel-Leede
FUNDAMENTO
Se aplica un torniquete en un brazo, durante un tiempo determinado. Esto origina un incremento en la presión intracapilar y una anoxia, que son los responsables de la posible producción de extravasaciones sanguíneas, visibles en forma de petequias.
MATERIAL
Esfigmomanómetro
fonendoscopio
reloj
PROCEDIMIENTO
- Medimos la presion arterial del paciente, calculando su presión sistólica y diastólica
- Trazamos un círculo de unos 5cm de diámetro en la cara anterior del brazo elegido para realizar la prueba, y a unos 5cm de la flexura del codo
- colocar el manguito e insuflar aire, mantener el aire 5 minutos. Pasados esos 5 minutos aflojamos el manguito.
- Contamos el número de petequias que han aparecido
LECTURA DE RESULTADOSLas petequias se aprecian como pequeñas manchas cutáneas de color rojo, que están constituidas por acumulo de sangre , y que no desaparecen cuando se ejerce una comprensión con un dedo sobre ellas.
- El resultado es negativo cuando:Si hay menos de 10 petequias dentro del circulo
- El resultado es positivo cuando:Hay mas 20 petequias - El resultado es dudoso cuando:Hay entre 10 y 20 petequias
Se aplica un torniquete en un brazo, durante un tiempo determinado. Esto origina un incremento en la presión intracapilar y una anoxia, que son los responsables de la posible producción de extravasaciones sanguíneas, visibles en forma de petequias.
MATERIAL
Esfigmomanómetro
fonendoscopio
reloj
PROCEDIMIENTO
- Medimos la presion arterial del paciente, calculando su presión sistólica y diastólica
- Trazamos un círculo de unos 5cm de diámetro en la cara anterior del brazo elegido para realizar la prueba, y a unos 5cm de la flexura del codo
- colocar el manguito e insuflar aire, mantener el aire 5 minutos. Pasados esos 5 minutos aflojamos el manguito.
- Contamos el número de petequias que han aparecido
LECTURA DE RESULTADOSLas petequias se aprecian como pequeñas manchas cutáneas de color rojo, que están constituidas por acumulo de sangre , y que no desaparecen cuando se ejerce una comprensión con un dedo sobre ellas.
- El resultado es negativo cuando:Si hay menos de 10 petequias dentro del circulo
- El resultado es positivo cuando:Hay mas 20 petequias - El resultado es dudoso cuando:Hay entre 10 y 20 petequias
Determinación de la velocidad se sedimentación globular
FUNDAMENTO
MATERIAL
MUESTRA
Sangre venosa anticoagulada
PROCEDIMIENTO
-Vertemos sangre anticoagulada de la bolsa de hemodonación en un tubo de ensayo
- La sangre que hemos vertido en el tubo de ensayo la echamos en un tubo mezclador y con la ayuda de una gradilla lo colocamos verticalmente.
- Introducimos la pipeta westergreen en el tubo mezclador y observamos a la hora y a las dos horas.
LECTURA DE RESULTADOS
Los valores normales están escritos en la siguiente tabla:
Para la medición de la VSG , se coloca la sangre problema en el interior de un tubo dispuesto verticalmente.En estas condiciones los glóbulos rojos de la sangre tienden a ir cayendo , a favor de la fuerza de la gravedad , hacia la parte inferior del tubo.
En condiciones normales el proceso es lento, pues la fuerza con la que es atraído cada hematíe hacia el fondo del tubo es casi compensada por la fuerza ascendente creada por el plasma al desplazarse hacia arriba.
MATERIAL
- Pipeta y gradilla de Westergreen
- Tubos mezcladores con tapones de goma perforable
MUESTRA
Sangre venosa anticoagulada
PROCEDIMIENTO
-Vertemos sangre anticoagulada de la bolsa de hemodonación en un tubo de ensayo
- La sangre que hemos vertido en el tubo de ensayo la echamos en un tubo mezclador y con la ayuda de una gradilla lo colocamos verticalmente.
- Introducimos la pipeta westergreen en el tubo mezclador y observamos a la hora y a las dos horas.
LECTURA DE RESULTADOS
Los valores normales están escritos en la siguiente tabla:
VSG 1 HORA 2 HORA
|
Varones 2-7mm 8-15mm
Mujeres 3-10mm 12-20mm |
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